Ремоделирование субхондральной кости и неоангиогенез при декомпенсированной форме остеоартрита: эволюция терапевтического таргетирования

Остеоартритом (ОА) страдают 7% населения мира, треть из которых — люди старше 65 лет, что составляет около 500 млн человек

Введение

Процесс ремоделирования субхондральной кости (СК) в суставах при ОА является реакцией адаптации к прогрессирующему разрушению СХ, первоначально возникающей для поддержания гомеостаза суставных тканей. Понимание механизма ремоделирования СК при ОА способствует прогрессу в разработке перспективных методов лечения ОА на его ранней стадии [9], а также выбору лекарственных средств со структурно модифицирующим эффектом с целью их применения в периоперационном периоде после ТЭКС и улучшения исходов операции [10].

Ангиогенез в синовиальной мембране — результат дисбаланса между проангиогенными (фактор роста эндотелия сосудов (VEGF), основной фактор роста фибробластов (bFGF), фактор роста нервов (NGF), ангиопоэтин (Ang-1), матриксная металлопротеиназа (ММП) 2) [11–14] и антиангиогенными факторами (ингибитор роста эндотелия сосудов (VEGI), тромбоспондин (TSP-1 и -2)) [15], и интерлейкин (ИЛ) 1β вызывает этот дисбаланс.

Цель исследования: изучение влияния ХС в парентеральной форме (Хондрогард) на процессы неоангиогенеза и ремоделирования СК у пациентов с декомпенсированной формой ОА КС при проведении ТЭКС.

Хондроитина сульфат (ХС) — основной компонент внеклеточного матрикса СХ, участвует в поддержании его эластичности и устойчивости к нагрузке и является одной из наиболее часто используемых молекул для базисной терапии ОА. В клинических исследованиях и метаанализах продемонстрированы терапевтические преимущества ХС в отношении уменьшения боли, улучшения функциональной активности в суставах и снижения потребления нестероидных противовоспалительных препаратов (НПВП) или ацетаминофена пациентами с ОА [16–18]. Для этого препарата описано несколько механизмов действия [19, 20], при этом вопрос о точном механизме действия ХС остается открытым [21]. Оценка возможного влияния ХС на ангиогенные процессы в синовиальной оболочке при ОА и связанный процесс ремоделирования СК должна привести к лучшему пониманию механизмов его действия и фармакологических эффектов [22, 23]. Оценка эффектов ХС в отношении неоангиогенеза и связанного ремоделирования СК у пациентов с декомпенсированной формой ОА и показаниями к ТЭ имеет большое значение, так как интенсификация этих патологических процессов связана со снижением эффективности ТЭ, обусловленным неконтролируемой болью после операции, воспалением, остеолизом с асептической нестабильностью протеза, оссификацией, инфицированием, артрофиброзом, с прогрессированием ОА в контралатеральном суставе в связи с нагрузкой на него в раннем послеоперационном периоде и в периоде реабилитации [24]. 

Материал и методы

Настоящее исследование является частью открытого проспективного контролируемого рандомизированного исследования, выполненного в ООО «МЦ «Новомедицина» (Ростов-на-Дону, протокол № 1/02 от 01.02.2022), ФГБОУ ВО БГМУ Минздрава России, ООО «Башкирский НИИ травматологии и ортопедии» (Уфа, протокол № 3 от 01.02.2022) с учетом критериев включения и невключения пациентов (n=67, из них 43 женщины, в возрасте от 41 года до 73 лет) с рентгенологическими признаками ОА III стадии по Kellgren — Lawrence оперируемого сустава и ОА II стадии контралатерального сустава [25]. Дизайн и протокол исследования представлены в наших предыдущих публикациях [23, 26]. Все пациенты получали НПВП (целекоксиб, диклофенак, мелоксикам) в стандартной суточной дозе при включении в исследование и в дальнейшем были разделены на контрольную группу (КГ; n=35) и основную группу (ОГ; n=32), в которой в дополнение к НПВП пациенты получали парентеральную форму ХС (Хондрогард®, ЗАО «ФармФирма «Сотекс», Россия): первые 3 дня внутримышечно в дозе 100 мг/сут; 4–25 инъекций в последующие дни в дозе 200 мг/сут каждые 48 ч продолжительностью 50 дней за 2 мес. до проведения ТЭКС.

Методика операции ТЭКС [27], методы и временные точки исследования уровней биомаркеров в крови (ультрачувствительный С-реактивный белок (СРБ), фактор некроза опухоли α (ФНО-α), ИЛ-6, лептин, остеокальцин, ММП-3 и ММП-13, склеростин), морфологический анализ биообразцов СК, СХ бедренной и большеберцовой костей, суставной капсулы c детальным описанием интенсивности неоангиогенеза в тканях, оценка выраженности синовита [28, 29] и тяжести ОА по Шкале полуколичественной гистохимической оценки состояния хряща по H. Mankin (1971) в модификации V.B. Kraus et al. [30, 31] и Шкале оценки гистопатологии хряща OARSI (2006) [32] также представлены в наших более ранних этапных публикациях [23, 26].

Забор синовиальной жидкости (СЖ) проводили в стерильную пробирку на визите 0 во время пункции сустава и хирургического вмешательства для исследования концентрации ИЛ-1β, ФНО-α и ИЛ-6 методом ИФА (набор реагентов ЗАО «Вектор-Бест», Новосибирск, Россия).

Выполнена оценка синовиальной оболочки по степени выраженности изменений макроскопических параметров (степени 0; 0,5; 1) [28, 32].

Методы статистической обработки полученных данных подробно описаны нами ранее [26].

Результаты исследования

Исследование гиалинового хряща дополнительно выявило у пациентов с ОА в КГ значительное количество капиллярных петель в хрящевой ткани со стороны СК (рис. 1).

Дополнительная оценка морфологии СХ бедренной и большеберцовой костей пациентов ОГ выявила вместе с признаками его адаптивной перестройки отсутствие признаков неоангиогенеза (рис. 2).

Макроскопическая оценка синовиальной оболочки у пациентов КГ показала воспаление 1-й степени с выраженной гиперваскуляризацией и пролиферацией гипертрофированных и гиперемированных ворсин (рис. 3) с высокоуровневым синовитом (7 баллов) по шкале GSS [23, 26].

Макроскопическая оценка синовиальной оболочки у пациентов ОГ показала наличие реактивной синовиальной оболочки (степень 0,5), ворсинки имели нормальную морфологию или были несколько утолщены, сосудистая сеть не видна из-за потери прозрачности (см. рис. 3) с низкоуровневым синовитом по шкале GSS (3 балла) [23, 26].

Следовательно, прием курса препарата Хондрогард® до выполнения ТЭКС сопровождался ограничением процесса неоангиогенеза в синовиальной мембране, что способствовало уменьшению выраженности синовита при ОА КС и, вероятно, ограничению патологического ремоделирования СК.

При сравнительном полуколичественном анализе морфологии СХ пациентов КГ выявлена выраженная структурно-функциональная трансформация СХ с существенным увеличением баллов по шкалам Mankin и ОARSI. Прием ХС в парентеральной форме за 2 мес. до ТЭКС сопровождался значимым снижением баллов по шкале Mankin — 9 [8; 10] против 11,5 [10;13] в КГ (р<0,0001, U-критерий Манна — Уитни), а также существенным снижением баллов по шкале OARSI — 2 [2; 3] против 3 [2; 4] в КГ (p=0,002, U-критерий Манна — Уитни).

На предшествующем этапе исследования мы обнаружили статистически значимое снижение уровня всех лабораторных показателей крови, за исключением существенного увеличения концентрации остеокальцина, на визитах 1 и 2 у пациентов, принимавших Хондрогард® до ТЭКС, при сравнении с динамикой данных параметров в КГ у пациентов, принимавших НПВП до ТЭКС [26], что свидетельствовало о противовоспалительных и структурно-модифицирующих эффектах ХС, связанных с влиянием ХС на неоангиогенез и ремоделирование СК.

По результатам исследований мы не наблюдали значимых различий концентрации ИЛ-1β и ФНО-α в СЖ у пациентов КГ и ОГ (см. таблицу). ИЛ-6 в большой концентрации выявлялся в СЖ пациентов КГ, при выраженном снижении его содержания в СЖ пациентов ОГ (см. таблицу).

Таблица. Содержание цитокинов в синовиальной жидко- сти у пациентов основной и контрольной групп до и в ходе операции, M±SD (min–max)

Таким образом, данные клинических, морфологических и лабораторных методов исследования СХ, синовиальной оболочки и биологических жидкостей у пациентов с ОА КС III рентгенологической стадии и функциональной недостаточностью суставов 2-й степени в КГ и ОГ до и после ТЭКС позволили сделать вывод о наличии противовоспалительного и структурно-модифицирующего эффектов ХС в парентеральной форме (Хондрогард®), связанных с механизмами его влияния на неоангиогенез в синовиальной мембране и со стороны СК.

Обсуждение

Выявленные закономерности в изменении параметров макроскопической оценки синовиальной оболочки, полуколичественной гистологической оценки и гистоархитектоники СХ и морфологической характеристики синовиальной мембраны, в изменении лабораторных биомаркеров воспаления и структурных изменений в СХ и синовиальной оболочке, в СЖ и крови у пациентов с ОА КС III рентгенологической стадии и функциональной недостаточностью суставов 2-й степени в КГ и ОГ до и в ходе операции, после проведения ТЭКС подтвердили тот факт, что неконтролируемый ангиогенез является критическим событием синовиального воспаления и ремоделирования СК при ОА [33].

Существенное уменьшение концентрации ИЛ-6 в СЖ и крови в ходе операции у пациентов с ОА КС, получавших ХС перед проведением ТЭКС, и дальнейшее снижение его уровня в крови при выписке пациента из стационара и через 3 мес. после операции обусловливают уменьшение интенсивности боли и воспаления при отсутствии экспрессии ИЛ-1β и ФНО-α в СЖ, значимом снижении уровня ФНО-α и СРБ в крови пациентов ОГ, что соответствует результатам зарубежных исследований [34, 35].

Значимое снижение концентрации ИЛ-6 в крови при выписке пациента из стационара и через 3 мес. после операции и ИЛ-6 в СЖ во время операции у пациентов с ОА КС, получавших ХС перед проведением ТЭКС, в совокупности с данными об ограничении ангиогенеза в синовиальной мембране и СК в ОГ, вероятно, свидетельствуют об одновременном снижении экспрессии доминантного проангиогенного фактора VEGF, связанного с синовиальным ангиогенезом [36]. Одновременно с уровнем VEGF, возможно, уменьшается продукция в крови, синовиальной мембране и СК проангиогенных факторов и факторов роста нервных волокон — bFGF [37], NGF [38], Ang-1 [39] — и увеличивается экспрессия в таргетных суставных тканях антиангиогенных факторов — TSP-1 [40], TSP-2 [41] и VEGI [42], что отражает смещение баланса антиангиогенных факторов, ограничивающих неоваскуляризацию и иннервацию при приеме ХС (Хондрогард®).

Увеличение уровня склеростина приводит к замедлению костного обмена при ОА, что доказано в исследовании [43]. Курс терапии ХС до проведения операции ТЭКС приводил к существенному уменьшению концентрации склеростина в крови пациентов. Следовательно, прием Хондрогарда до проведения ТЭКС ограничивает тормозящее влияние склеростина на Wnt/β-катенин-сигнальную систему, способствует усилению пролиферации и дифференцировки остеобластов с устранением остео-кластогенеза, ремоделирования СК с активным неоангиогенезом [44].

Снижение уровня склеростина в крови при приеме ХС до проведения ТЭКС связано со стабилизацией в крови уровня остеокальцина, являющегося маркером костного ремоделирования, и интенсификацией образования остеобластов в контралатеральном суставе, уменьшением дестабилизации хрящевой ткани со стороны СК, достаточной минерализацией костного матрикса и ограничением неоангиогенеза через ангиостатический фактор хемокиновый лиганд 9 (Cxcl9) [45, 46].

Курс терапии Хондрогардом у пациентов с ОА КС до проведения ТЭКС сопровождался существенным снижением концентрации факторов воспаления и катаболических факторов в СХ (лептина, ММП-3) с уменьшением интенсивности разрушения СХ в контралатеральном суставе и увеличением остеобластогенеза со снижением выраженности неоангиогенеза, что подтверждается данными других исследований [47, 48]. Одновременно мы отметили значимое снижение уровня ММП-13 в крови, которое сопровождается уменьшением распада коллагена II типа и аггрекана в СХ контралатерального сустава, а также замедлением процессов патологического ремоделирования СК обоих КС [49, 50]. Снижение уровня ММП-13 и провоспалительных цитокинов ФНО-α и ИЛ-6 в крови лежит в основе ограничения неоангиогенеза, деградации экстрацеллюлярного матрикса в СХ, воспаления в синовиальной оболочке и ремоделирования в СК [51].

Следовательно, новые данные, полученные в ходе исследования, позволяют рекомендовать применение препарата Хондрогард® в эффективном режиме, согласно медицинской инструкции, за 2 мес. до выполнения операции ТЭКС с целью ограничения неоангиогенеза и патологического ремоделирования СК в контралатеральной нижней конечности при увеличении нагрузки на нее в послеоперационном периоде, а также в оперированном суставе с целью предупреждения осложнений в послеоперационном периоде.

Заключение

Таким образом, данные нашего исследования свидетельствуют о том, что благоприятный эффект ХС в парентеральной форме (Хондрогард®) в отношении клинических, морфологических и лабораторных маркеров прогрессирования ОА может быть обусловлен его антиангиогенными свойствами и является новым направлением таргетирования ОА. Ограничение исследования в реальной клинической практике связано с недостаточным объемом полученных данных, что требует проведения дальнейших исследований, посвященных детализации механизма развития антиангиогенного эффекта препарата Хондрогард® при ОА с учетом такого инструмента, как «анализ ценности данных».

Литература  :

1. Hunter D., March L., Chew M. Osteoarthritis in 2020 and Beyond: A Lancet Commission. Lancet. 2020;396(10264):1711–1712. DOI: 10.1016/S0140-6736(20)32230-3.

2. Hunter D., Bierma-Zeinstra S. Osteoarthritis. Lancet. 2019;393(10182):1745–1759. DOI: 10.1016/S0140-6736(19)30417-9.

3. Чилилов А.М., Оськов Ю.И., Зеленова О.В., Абрамов С.И. Анализ эпидемиологических показателей остеоартрозов по даннным форм государственного статистического наблюдения за период 2017–2021 гг. в Российской Федерации. Современные проблемы здравоохранения и медицинской статистики. 2023;2:123–142. [Chililov A.M., Oskov Yu. I., Zelenova O.V., Abramov S.I. Analysis of epidemiological indicators of osteoarthritis according to the given forms of state statistical observation for the period 2017–2021 in the Russian Federation. Current problems of health care and medical statistics. 2023;2:123–142 (in Russ.)]. DOI:DOI: 10.24412/2312-2935-2023-2-123-142.

4. Дубровин Г.М., Лебедев А.Ю. Прогнозирование и профилактика развития посттравматического гонартроза при внутрисуставных переломах костей коленного сустава. Хирургия. Журнал им. Н.И. Пирогова. 2018;(12):106–110. [Dubrovin G.M., Lebedev A.Yu. Prediction and prevention of the development of post-traumatic gonarthrosis in intra-articular fractures of the knee joint. Khirurgiya. Zhurnal im. N.I. Pirogova. 2018;(12):106–110 (in Russ.)].

5. Зонова Е.В., Каратеев А.Е. Обоснованный подход к выбору нестероидных противовоспалительных препаратов при остеоартрите. Современная ревматология. 2018;12(4):47–53. [Zonova E.V., Karateev A.E. A sound approach to choosing nonsteroidal anti-inflammatory drugs for osteoarthritis. Modern Rheumatology Journal. 2018;12(4):47–53 (in Russ.)]. DOI: 10.14412/1996-7012-2018-4-47-53.

6. Goldring M., Goldring S. Osteoarthritis. J Cell Physiol. 2007;213(3):626–634. DOI: 10.1002/jcp.21258.

7. Haywood L., McWilliams D., Pearson C. et al. Inflammation and angiogenesis in osteoarthritis. Arthritis Rheum. 2003;48(8):2173–2177. DOI: 10.1002/art.11094.

8. Walsh D., Bonnet C., Turner E. et al. Angiogenesis in the synovium and at the osteochondral junction in osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 2007;15(7):743–751. DOI: 10.1016/j.joca.2007.01.020.

9. Zhu X., Chan Y., Yung P. et al. Subchondral Bone Remodeling: A Therapeutic Target for Osteoarthritis. Front Cell Dev Biol. 2021;8:607764. DOI: 10.3389/fcell.2020.607764.

10. Торшин И.Ю., Минасов Т.Б., Загородний Н.В. и др. Периоперационная подготовка к эндопротезированию: потенциал хондроитина сульфата и глюкозамина сульфата. ФАРМАКОЭКОНОМИКА. Современная фармакоэкономика и фармакоэпидемиология. 2022;15(1):162–169. [Torshin I.Yu., Minasov T.B., Zagorodniy N.V. et al. Perioperative pharmacotherapy for endoprosthetics: potential of chondroitin sulfate and glucosamine sulfate. FARMAKOEKONOMIKA. Modern Pharmacoeconomics and Pharmacoepidemiology. 2022;15(1):162–169 (in Russ.) DOI: 10.17749/2070-4909/farmakoekonomika.2022.136.

11. Papetti M., Herman I. Mechanisms of normal and tumor-derived angiogenesis. Am J Physiol Cell Physiol. 2002;282(5):C947–C970. DOI: 10.1152/ajpcell.00389.2001.

12. Nico B., Mangieri D., Benagiano V. et al. Nerve growth factor as an angiogenic factor. Microvasc Res. 2008;75(2):135–141. DOI: 10.1016/j.mvr.2007.07.004.

13. Suri C., Jones P., Patan S. et al. Requisite role of angiopoietin-1, a ligand for the TIE2 receptor, during embryonic angiogenesis. Cell. 1996;87(7):1171–1180. DOI: 10.1016/s0092-8674(00)81813-9.

14. Pepper M. Role of the matrix metalloproteinase and plasminogen activator-plasmin systems in angiogenesis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2001;21(7):1104–1117. DOI: 10.1161/hq0701.093685.

15. Yu J., Tian S., Metheny-Barlow L. et al. Modulation of endothelial cell growth arrest and apoptosis by vascular endothelial growth inhibitor. Circ Res. 2001;89(12):1161–1167. DOI: 10.1161/hh2401.101909.

16. Hochberg M. Structure-modifying effects of chondroitin sulfate in knee osteoarthritis: an updated meta-analysis of randomized placebo-controlled trials of 2-year duration. Osteoarthritis Cartilage. 2010;18 Suppl 1:S28–31. DOI: 10.1016/j.joca.2010.02.016.

17. Торшин И.Ю., Лила А.М., Наумов А.В. и др. Метаанализ клинических исследований эффективности лечения остеоартита препаратом Хондрогард. ФАРМАКОЭКОНОМИКА. Современная фармакоэкономика и фармакоэпидемиология. 2020;13(4):388–399. [Torshin I.Yu., Lila A.M., Naumov A.V. et al. Meta-analysis of clinical trials of osteoarthritis treatment effectiveness with Chondroguard. FARMAKOEKONOMIKA. Modern Pharmacoeconomics and Pharmacoepidemiology. 2020;13(4):388–399 (in Russ.)]. DOI: 10.17749/2070-4909/farmakoekonomika.2020.066.

18. Reginster J.-Y., Veronese N. Highly purified chondroitin sulfate: a literature review on clinical efficacy and pharmacoeconomic aspects in osteoarthritis treatment. Aging Clin Exp Res. 2021;33(1):37–47. DOI: 10.1007/s40520-020-01643-8.

19. Monfort J., Pelletier J., Garcia-Giralt N., Martel-Pelletier J. Biochemical basis of the effect of chondroitin sulphate on osteoarthritis articular tissues. Ann Rheum Dis. 2008;67(6):735–740. DOI: 10.1136/ard.2006.068882.

20. Martel-Pelletier J., Kwan Tat S., Pelletier J. Effects of chondroitin sulfate in the pathophysiology of the osteoarthritic joint: a narrative review. Osteoarthritis Cartilage. 2010;18 Suppl 1:S7–11. DOI: 10.1016/j.joca.2010.01.015.

21. Lauder R. Chondroitin sulphate: a complex molecule with potential impacts on a wide range of biological systems. Complement Ther Med. 2009;17(1):56–62. DOI: 10.1016/j.ctim.2008.08.004.

22. Lambert C., Mathy-Hartert M., Dubuc J. et al. Characterization of synovial angiogenesis in osteoarthritis patients and its modulation by chondroitin sulfate. Arthritis Res Ther. 2012;14(2):R58. DOI: 10.1186/ar3771.

23. Минасов Т.Б., Лила А.М., Назаренко А.Г. и др. Морфологические проявления действия высокоочищенного хондроитина сульфата у пациентов с декомпенсированной формой остеоартрита коленных суставов. Современная ревматология. 2022;16(6):55–63. [Minasov T.B., Lila A.M., Nazarenko A.G. et al.Morphological reflection of highly purified chondroitin sulfate action in patients with decompensated form of knee osteoarthritis. Modern Rheumatology Journal. 2022;16(6):55–63 (in Russ.)]. DOI: 10.14412/1996-7012-2022-6-55-63.

24. Anijs Th., Wolfson D., Verdonschot N., Janssen D. Population-based effect of total knee arthroplasty alignment on simulated tibial bone remodeling. J Mech Behav Biomed Mater. 2020;111:104014. DOI: 10.1016/j.jmbbm.2020.104014.

25. Kellgren J.H., Lawrence J.S. Radiological assessment of osteoarthrosis. Ann Rheum Dis. 1957;16(4):494–502. DOI: 10.1136/ard.16.4.494.

26. Сарвилина И.В., Минасов Т.Б., Лила А.М. и др. Об эффективности парентеральной формы высокоочищенного хондроитина сульфата в режиме периоперационной подготовки к эндопротезированию коленных суставов. РМЖ. 2022;7:7–16. [Sarvilina I.V., Minasov T.B., Lila A.M. et al. On the efficacy of the parenteral form of highly purified chondroitin sulfate in the mode of perioperative preparation for total knee arthroplasty. RMJ. 2022;7:7–16 (in Russ.)].

27. Ranawat C., Dorr L., Inglis A. Total hip arthroplasty in protrusio acetabuli of rheumatoid arthritis. J Bone Joint Surg Am. 1980;62(7):1059–1065. PMID: 7430191.

28. Ayral X. Diagnostic and quantitative arthroscopy: quantitative arthroscopy. Baillieres Clin Rheumatol. 1996;10(3):477–494. DOI: 10.1016/s0950-3579(96)80045-8.

29. Krenn V., Morawietz L., Burmester G.-R. et al. Synovitis score: discrimination between chronic low-grade and high-grade synovitis. Histopathology. 2006;49:358–364. DOI: 10.1111/j.1365-2559.2006.02508.x.

30. Mankin H. Biochemical and metabolic aspects of osteoarthritis. Orthop Clin North Am. 1971;2(1):19–31. PMID: 4940528.

31. Kraus V., Huebner J., DeGroot J., Bendele A. The OARSI histopathology initiative — recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the guinea pig. Osteoarthritis Cartilage. 2010;18 Suppl 3(Suppl 3):S35–S52. DOI: 10.1016/j.joca.2010.04.015.

32. Автандилов Г.Г. Медицинская морфометрия. М.: Медицина; 1990. [Avtandilov G.G. Medical morphometry. M.: Meditsina; 1990 (in Russ.)].

33. Bonnet C., Walsh D. Osteoarthritis, angiogenesis and inflammation. Rheumatology (Oxford). 2005;44(1):7–16. DOI: 10.1093/rheumatology/keh344.

34. Mertens M., Singh J. Biomarkers in arthroplasty: a systematic review. Open Orthop J. 2011:5:92–105. DOI: 10.2174/1874325001105010092.

35. Pearle A., Scanzello C., George S. et al. Elevated high-sensitivity C-reactive protein levels are associated with local inflammatory findings in patients with osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 2007;15:516–523. DOI: 10.1016/j.joca.2006.10.010.

36. Koch A., Harlow L., Haines G. et al. Vascular endothelial growth factor. A cytokine modulating endothelial function in rheumatoid arthritis. J Immunol. 1994;152:4149–4156. PMID: 7511670.

37. Nakashima M., Eguchi K., Aoyagi T. et al. Expression of basic fibroblast growth factor in synovial tissues from patients with rheumatoid arthritis: detection by immunohistological staining and in situ hybridisation. Ann Rheum Dis. 1994;53:45–50. DOI: 10.1136/ard.53.1.45.

38. Barthel C., Yeremenko N., Jacobs R. et al. Nerve growth factor and receptor expression in rheumatoid arthritis and spondyloarthritis. Arthritis Res Ther. 2009;11:R82. DOI: 10.1186/ar2716.

39. Shahrara S., Volin M., Connors M. et al. Differential expression of the angiogenic Tie receptor family in arthritic and normal synovial tissue. Arthritis Res. 2002;4:201–208. DOI: 10.1186/ar407.

40. Gotis-Graham I., Hogg P., McNeil H. Significant correlation between thrombospondin 1 and serine proteinase expression in rheumatoid synovium. Arthritis Rheum. 1997;40:1780–1787. DOI: 10.1002/art.1780401009.

41. Park Y., Kang Y., Butterfield J. et al. Trombospondin 2 functions as an endogenous regulator of angiogenesis and inflammation in rheumatoid arthritis. Am J Pathol. 2004;165:2087–2098. DOI: 10.1016/S0002-9440(10)63259-2.

42. Cassatella M., Pereira-da-Silva G., Tinazzi I. et al. Soluble TNF-like cytokine (TL1A) production by immune complexes stimulated monocytes in rheumatoid arthritis. J Immunol. 2007;178:7325–7333. DOI: 10.4049/jimmunol.178.11.7325.

43. Hay E., Bouaziz W., Funck-Brentano T., Cohen-Solal M. Sclerostin and bone aging: a mini-review. Gerontology. 2016;62(6):618–623. DOI: 10.1159/000446278.

44. Funck-Brentano T., Bouaziz W., Marty C. et al. Dkk-1-mediated inhibition of Wnt signaling in bone ameliorates osteoarthritis in mice. Arthritis Rheumatol. 2014;66:3028–3039. DOI: 10.1002/art.38799.

45. Enikő C., Tímea K., Juliánna A. et al. Correlation of Serum and Synovial Osteocalcin, Osteoprotegerin and Tumor Necrosis Factor-Alpha with the Disease Severity Score in Knee Osteoarthritis. Acta Medica Marisiensis. 2014;60(3):102–105. DOI: 10.2478/amma-2014-0021.

46. Huang B., Wang W., Li Q. et al. Osteoblasts secrete Cxcl9 to regulate angiogenesis in bone. Nat Commun. 2016;7:13885. DOI: 10.1038/ncomms13885.

47. Zeadin M., Butcher M., Shaughnessy S., Werstuck G. Leptin promotes osteoblast differentiation and mineralization of primary cultures of vascular smooth muscle cells by inhibiting glycogen synthase kinase (GSK)-3β. Biochem Biophys Res Commun. 2012;425(4):924–930. DOI: 10.1016/j.bbrc.2012.08.011.

48. Jehan F., Zarka M., de la Houssaye G. et al. New insights into the role of matrix metalloproteinase 3 (MMP3) in bone. FASEB Bioadv. 2022;4(8):524–538. DOI: 10.1096/fba.2021-00092.

49. Li H., Wang D., Yuan Y., Min J. New insights on the MMP-13 regulatory network in the pathogenesis of early osteoarthritis. Arthritis Res Ther. 2017;19(1):248. DOI: 10.1186/s13075-017-1454-2.

50. Tang S., Herber R.-P., Ho S., Alliston T. Matrix metalloproteinase-13 is required for osteocytic perilacunar remodeling and maintains bone fracture resistance. J Bone Miner Res. 2012;27:1936–1950. DOI: 10.1002/jbmr.1646.

51. Miller R., Miller R., Malfait A. Osteoarthritis joint pain: the cytokine connection. Cytokine. 2014;70:185–193. DOI: 10.1016/j.cyto.2014.06.019.